双通道疲劳试验 - 产品信息 - 相关知识

2025-03-28 15:24:11双通道疲劳试验: 双通道疲劳试验是一种材料力学测试方法，它使用两个独立的测试通道同时对试样施加循环载荷，以模拟复杂工况下的疲劳行为。该方法能高效评估材料在交变应力下的耐久性能，适用于金属、合金、复合材料等多种材料。通过监测试样在长时间循环载荷下的裂纹萌生、扩展直至断裂的过程，双通道疲劳试验可获取材料的疲劳极限、S-N曲线等关键数据，为材料设计、结构安全评估提供重要依据。

双通道疲劳试验相关内容

全部
产品
问答

双通道疲劳试验产品

产品名称

所在地

价格

供应商

咨询

: Instron 英斯特朗电液伺服疲劳试验系统 8800; 国外美洲; 面议; 北京创诚致佳科技有限公司
售全国; 我要询价联系方式

: CSD双通道真空泵系统; 国内上海; 面议; 上海安谱实验科技股份有限公司
售全国; 我要询价联系方式

: HY-108双通道数据采集器; 面议; 北京华仪通泰环保科技有限公司
售全国; 我要询价联系方式

: 双通道原子荧光光度计; 国内山东; 面议; 山东霍尔德电子科技有限公司
售全国; 我要询价联系方式

: 双通道数据采集器DL-200; 国内香港; 面议; 欧美大地仪器设备中国有限公司
售全国; 我要询价联系方式

双通道疲劳试验问答

2025-05-08 14:30:20共聚焦显微镜怎么看双通道: 共聚焦显微镜怎么看双通道共聚焦显微镜作为一种高分辨率的光学显微镜技术，广泛应用于生物学、材料科学以及医学研究领域。随着科技的不断发展，双通道成像技术在共聚焦显微镜中的应用也逐渐成为研究者的热点。通过双通道技术，科研人员能够同时观察和分析不同波长的荧光信号，从而获得更为精确和全面的实验数据。本文将详细探讨如何在共聚焦显微镜中实现双通道成像，以及这一技术在研究中的重要应用。双通道成像的基本原理共聚焦显微镜通过使用激光作为光源，利用点扫描的方式收集样本的反射或荧光信号。在传统的单通道成像中，显微镜只接收来自单一波长的信号，而双通道成像技术则可以同时接收来自两个不同波长的荧光信号。这是通过在光路中加入多个检测器，每个检测器专门用于接收特定波长的光信号。通过这一方式，研究者可以在同一实验中获得两种不同的标记物或不同信号的同时成像数据，从而进行更为复杂的分析。如何操作共聚焦显微镜实现双通道成像在共聚焦显微镜中进行双通道成像时，首先需要选择适合的荧光标记物。荧光标记物的选择需根据目标分子或细胞结构的特异性以及荧光发射波长的差异进行。操作时，通过调整显微镜的激光光源，使得两种不同的标记物在两个不同的波长范围内激发光谱。通过光学滤光片对来自样本的荧光信号进行过滤，确保每个通道只接收到对应波长的信号。通常情况下，双通道共聚焦显微镜的成像分辨率较高，能够有效避免单通道成像中的信号重叠问题，从而确保成像的准确性。操作过程中，科研人员需要根据不同实验要求，调整显微镜的增益、曝光时间以及扫描速度等参数，以优化成像质量。双通道成像技术的优势与应用双通道共聚焦显微镜成像技术大的优势在于其可以同时观察样本中的两种不同标记物的分布和相互作用。这种优势使其在多种研究领域中得到了广泛应用。例如，在细胞生物学研究中，双通道成像技术可用于同时观察细胞内不同蛋白质或分子的分布，帮助研究者理解它们在细胞内的相互作用以及功能。双通道成像还能够用于多重标记分析、荧光共振能量转移（FRET）实验以及信号通路研究等方面，极大地拓展了共聚焦显微镜在科研中的应用范围。结语双通道共聚焦显微镜的应用不仅能够提高成像精度，还能为科研工作者提供更多维度的数据支持。随着技术的不断进步，双通道成像将会在各个领域中发挥越来越重要的作用。掌握其操作技巧和应用方法，对于从事相关研究的人员来说，将有助于更好地解析复杂的生物现象和材料特性，推动科研成果的不断创新。

2022-11-23 10:19:02现货回收/收购Agilent安捷伦86112A双通道电模块: 安捷伦86112A20 GHz双通道电模块安捷伦/ HP86112A双20GHz的电气CH。插件模块安捷伦86112A提供两个精确的测量通道，用户可选择12.4或20GHz的带宽。低带宽模式提供了极好的精确测量小信号示波器的噪声性能。高带宽模式下提供高的保真度非常高的速度波形的显示和测量。2通道电测量模块可选带宽20GHz的12.4千兆赫兹2.5/12.5GHz触发通道（主机设置）

2023-06-05 16:41:32锁相放大器用于生物样品双通道和多仪器模式SRS显微技术的研究: 锁相放大器用于生物样品双通道和多仪器模式SRS显微技术的研究一．简介拉曼散射光谱为生物分子的特异性检测和分析提供了化学键的固有振动指纹。那么什么是受激拉曼散射显微镜？受激拉曼散射(SRS)显微技术是一种相对较新的显微技术，是一种相干拉曼散射过程，允许使用光谱和空间信息进行化学成像[18]，由于相干受激发射过程[1]能产生约103-105倍的增强拉曼信号，可以实现高达视频速率(约25帧/s)[2]的高速成像。SRS显微镜继承了自发拉曼光谱的优点, 是一种能够快速开发、label-free的成像技术，同时具有高灵敏度和化学特异性[3-6], 在许多生物医学研究的分支显示出应用潜力,包括细胞生物学、脂质代谢、微生物学、肿瘤检测、蛋白质错误折叠和制药[7-11]。特别的是，SRS在对新鲜手术组织和术中诊断的快速组织病理学方面表现出色，与传统的H&E染色几乎完全一致[12,13]。此外，SRS能够根据每个物种的光谱信息，对多种组分的混合物进行定量化学分析[6,7,14]。尽管在之前的研究[17]中已经研究了痛风中MSU的自发拉曼光谱，但微弱的信号强度阻碍了其用于快速组织学的应用。因此，复旦大学附属华山医院华英汇教授和复旦大学物理学系季敏标教授团队将受激拉曼散射显微技术用于人体痛风组织病理成像[15]。研究人员应用SRS和二次谐波（SHG）显微镜同时表征了晶型和非晶型MSU。在普通光镜下，MSU晶体呈典型的针状。这些晶体在拉曼峰630 cm-1的SRS上很容易成像，当SRS频率稍微偏离振动共振时，表现出了高化学特异性的非共振行为，SRS信号消失。已知SHG对非中心对称结构敏感，包括MSU晶体和[17]组织中的胶原纤维。然而，由于拉曼极化率张量和二阶光学磁化率对晶体对称性[16]的依赖，研究者们发现线偏振光光束在晶体取向上倾向于产生SRS和SHG的强各向异性信号。因此，研究者们对泵浦光束和斯托克斯光束都应用了圆偏振，以消除MSU晶体和胶原纤维的定向效应。Moku:Pro 的锁相放大器 (LIA) 为受激拉曼散射 (SRS) 显微镜实验中的自外差信号检测提供了一种直观、精确且稳健的解决方案。高质量的 LIA 是 SRS 显微镜实验中具有调制传输检测方案的关键硬件组件。在此更新的案例研究中，我们提供了有关双 LIA 应用程序的更多详细信息和描述。由于SRS 是一种相干拉曼散射过程，允许使用光谱和空间信息进行化学成像[18]。它使用两个同步脉冲激光器，即泵浦和斯托克斯（图 1）相干地激发分子的振动。当入射到样品上的两束激光的频率差与目标分子的振动频率相匹配时，就会发生 SRS 过程。振动激发的结果是泵浦光束将失去光子，而斯托克斯光束将获得光子。当检测到泵浦光束的损失时，这称为受激拉曼损失 (SRL) 检测。强度损失 ΔIₚ/Iₚ 通常约为 10 -7 -10 -4，远小于典型的激光强度波动。为了克服这一挑战，需要一种高频调制和相敏检测方案来从嘈杂的背景中提取 SRS 信号[19]。在 SRL 检测方案中，斯托克斯光束以固定频率调制，由此产生的调制传输到泵浦光束由 LIA 检测。图 1：受激拉曼损耗检测方案。检测到由于 SRS 引起的 Stokes 到泵浦光束的调幅传输。演示的泵浦光束具有 80 MHz 的重复率，Stokes 光束具有相同的 80 MHz 重复率，但也以 20 MHz 进行调制。Δpump 是 LIA 在此检测方案中提取的内容二．实验装置使用的激光系统能够输出两个 80 MHz 的激光脉冲序列：斯托克斯光束在 1030 nm，泵浦光束在 790 nm。激光输出也用于同步调制：80 MHz 参考被发送到分频器以生成 20 MHz TTL 输出。这些 20 MHz 输出被使用两次：一次作为电光调制器调制斯托克斯光束的驱动频率，另一次作为外部锁相环的 LIA 输入通道 2（B 中）的参考。泵浦光束由硅光电二极管检测，然后被发送到 LIA 的输入通道 1（In A）。来自输出通道 1（Out A）的信号被发送到数据采集卡以进行图像采集。来自输出通道 2 (Out B) 的信号被最小化（通过调整相移）。 2.1 单通道锁相放大器配置图 2：典型的锁定放大器配置设置图 2 演示了用于 SRS 显微镜实验的 LIA 的初始设置。在初始设置时，必须重新获取锁相环。输入均配置为 AC：50 欧姆。通过调整相位度数优化相移 (Df)，直到 Out A zui大化（正值）并且 Out B zui小化（接近零）。探针A显示对应于 DMSO zui高信号峰 (2913 cm-1 ) 的 SRS 信号，并zui大化输出 A 的 103.3 mV。探针B表示正交输出，最小化为零。一旦 LIA 针对校准溶剂进行了优化，样品就可以进行成像了。图 3：2930 cm -1拉曼跃迁处的 SRS HeLa 细胞图像图 3 是使用 Moku:Pro 锁相放大器拍摄的 HeLa 细胞图像。显示的图像是从 SRS 图像生成的，拉曼位移为 2930cm-1，对应于蛋白质峰。低通滤波器设置为 40 kHz，对应于约4µs 的时间常数。可以根据SRS信号大小增加或减少增益。2.2 双通道成像Moku:Pro 的 LIA 也适用于实时双色 SRS 成像。这是通过在 SRS 成像中应用正交调制并检测LIA的X和Y输出来执行的。在这种情况下，斯托克斯调制有两个部分：一个 20 MHz 脉冲序列生成SRS信号，另一个 20 MHz 脉冲序列具有90°相移，生成另一个针对不同拉曼波段的SRS信号[3]。由于90°相移，两个通道（Out A和Out B）彼此正交，可以同时获取两个SRS图像而不会受到干扰。 4：使用正交调制和输出在两个不同的拉曼跃迁下同时获得鼠脑样本的双通道 SRS 图像图 4 是利用双通道X&Y输出同时在2930 cm -1和 2850 cm -1处生成两个 SRS 图像的代表性图像。2.3 多仪器模式应用在大多数 SRS 显微镜实验中，由于激光器总带宽的限制，光谱范围被限制在大约 300 cm -1左右。绕过这一技术障碍的一种方法是使用可调谐激光器扫描波长。然而，波长调谐速度很慢，而且对于时间敏感的实验（如活细胞成像）来说往往不够。应对这一挑战的另一种解决方案是引入第三束激光束来扫描不同的拉曼过渡区域。这种能力对于两个光谱区域的同时成像特别有吸引力：一个在指纹区域（例如约1600 cm-1用于酰胺振动）和一个在CH区域（例如约2900 cm -1蛋白质）。在 SRL 成像方法中，实验装置由一个斯托克斯光束和两个不同波长的泵浦光束组成。此设置的常用检测方法需要单独的检测器和单独的 LIA。然而，Moku:Pro 的多仪器模式允许部署多个LIA，因此可以在不需要任何额外硬件妥协的情况下实施第二个LIA。图 5：Moku:Pro 多仪器锁相放大器配置图 5 演示了LIA 的多仪器模式设置，用于同步 SRS 显微镜实验。对于Slot 1，In 1是di一个光电二极管的检测信号，In 2是参考信号，Out 1是发送到数据采集卡的信号，Out 3被丢弃。对于 Slot 2，In 3 是第二个光电二极管的检测信号，In 2 再次作为参考，Out 2 是发送到数据采集卡的信号，Out 4 被丢弃。此配置仅使用 4 个 Moku 插槽中的 2 个。插槽 3 和 4 未分配，因此可用于进一步的 LIA 或任何其他 Moku 仪器。输入全部配置为 AC：50 欧姆。每个 LIA 插槽（1 和 2）都遵循与单通道 LIA 配置相同的设置。在三个激光器的情况下，Moku:Pro 的多仪器模式可以配置两个锁定放大器，将系统简化为一个设备，而不会有任何妥协。这使得研究人员可以同时拍摄两张波数差较大的 SRS 图像，利用一个 Moku:Pro 来处理两个光电二极管检测器信号。图 6：HeLa 细胞 SRS 图像使用多仪器设置在间隔较远的拉曼跃迁处拍摄图 6 是利用一个Moku:Pro处理两个光电二极管检测器信号同时拍摄两个大波数差的 SRS 图像的代表性图像。三．结论 Moku:Pro 的 LIA 为大量 SRS 显微镜实验提供了出色的解决方案。在本文档中，讨论了典型的单通道 SRS 成像、双通道成像和多仪器成像。用户界面允许对提取低强度 SRS 信号进行直观和强大的控制。重要的是 Moku:Pro 的多仪器工具功能允许在多仪器同用的紧凑型系统上进行复杂的成像实验。图 7：Moku:Pro 在多乐器模式下的使用图像。In 1 和 In 3 分别是插槽 1 和插槽 2 中 LIA 的信号输入。2 中是两个 LIA 插槽的参考。在所示的配置中，Out 1 和 Out 3 是记录的信号，Out 2 和 Out 4 是插槽 1 和 2 的转储信号参考文献：1.Freudiger CW, Min W, Saar BG, Lu S, Holtom GR, He C. et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 2008;322:1857-612.Saar BG, Freudiger CW, Reichman J, Stanley CM, Holtom GR, Xie XS. Video-rate molecular imaging in vivo with stimulated Raman scattering. Science. 2010;330:1368-703.Ji M, Lewis S, Camelo-Piragua S, Ramkissoon SH, Snuderl M, Venneti S. et al. Detection of human brain tumor infiltration with quantitative stimulated Raman scattering microscopy. Sci Transl Med. 2015;7:309ra1634.Ji M, Arbel M, Zhang L, Freudiger CW, Hou SS, Lin D. et al. Label-free imaging of amyloid plaques in Alzheimer''s disease with stimulated Raman scattering microscopy. Sci Adv. 2018;4:eaat77155.Cheng JX, Xie XS. Vibrational spectroscopic imaging of living systems: An emerging platform for biology and medicine. Science. 2015;350:aaa88706.Ao JP, Feng YQ, Wu SM, Wang T, Ling JW, Zhang LW. et al. Rapid, 3D Chemical Profiling of Individual Atmospheric Aerosols with Stimulated Raman Scattering Microscopy. Small Methods. 2020;4:19006007.Hu F, Shi L, Min W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nat Methods. 2019;16:830-428.Fu D, Zhou J, Zhu WS, Manley PW, Wang YK, Hood T. et al. Imaging the intracellular distribution of tyrosine kinase inhibitors in living cells with quantitative hyperspectral stimulated Raman scattering. Nat Chem. 2014;6:614-229.Shen Y, Zhao Z, Zhang L, Shi L, Shahriar S, Chan RB. et al. Metabolic activity induces membrane phase separation in endoplasmic reticulum. Proc Natl Acad Sci U S A. 2017;114:13394-910.Bae K, Zheng W, Ma Y, Huang Z. Real-time monitoring of pharmacokinetics of antibiotics in biofilms with Raman-tagged hyperspectral stimulated Raman scattering microscopy. Theranostics. 2019;9:1348-5711.Shin KS, Laohajaratsang M, Men S, Figueroa B, Dintzis SM, Fu D. Quantitative chemical imaging of breast calcifications in association with neoplastic processes. Theranostics. 2020;10:5865-7812.Ji M, Orringer DA, Freudiger CW, Ramkissoon S, Liu X, Lau D. et al. Rapid, label-free detection of brain tumors with stimulated Raman scattering microscopy. Sci Transl Med. 2013;5:201ra11913.Orringer DA, Pandian B, Niknafs YS, Hollon TC, Boyle J, Lewis S. et al. Rapid intraoperative histology of unprocessed surgical specimens via fibre-laser-based stimulated Raman scattering microscopy. Nat Biomed Eng. 2017;1:002714.He R, Liu Z, Xu Y, Huang W, Ma H, Ji M. Stimulated Raman scattering microscopy and spectroscopy with a rapid scanning optical delay line. Opt Lett. 2017;42:659-6215.Li B, Singer NG, Yeni YN, Haggins DG, Barnboym E, Oravec D. et al. A point-of-care Raman spectroscopy-based device for the diagnosis of gout and peudogout: comparison with the clinical standard microscopy. Arthritis Rheum. 2016;68:1751-716.Zhang B, Xu H, Chen J, Zhu X, Xue Y, Yang Y, Ao J, Hua Y, Ji M. Highly specific and label-free histological identification of microcrystals in fresh human gout tissues with stimulated Raman scattering. Theranostics 2021; 11(7):3074-308817.Streets AM, Li A, Chen T, Huang Y. Imaging without fluorescence: nonlinear optical microscopy for quantitative cellular imaging. Anal Chem. 2014;86:8506-1318.Freudiger, W.; Min, W.; Saar, B. G.; Lu, S.; Holtom, G. R.; He, C.; Tsai, J. C.; Kang, J. X.; Xie, X. S., Label-Free Biomedical Imaging with High Sensitivity by Stimulated Raman Scattering Microscopy. Science 2008, 322 (5909), 1857-1861.19.Hill, H.; Fu, D., Cellular Imaging Using Stimulated Raman Scattering Microscopy. Anal. Chem. 2019, 91 (15), 9333-9342.20.Figueroa, ; Hu, R.; Rayner, S. G.; Zheng, Y.; Fu, D., Real-Time Microscale Temperature Imaging by Stimulated Raman Scattering. The Journal of Physical Chemistry Letters 2020, 11 (17), 7083-7089.更多详情请联系昊量光电/欢迎直接联系昊量光电关于昊量光电：上海昊量光电设备有限公司是光电产品专业代理商，产品包括各类激光器、光电调制器、光学测量设备、光学元件等，涉及应用涵盖了材料加工、光通讯、生物医疗、科学研究、国防、量子光学、生物显微、物联传感、激光制造等；可为客户提供完整的设备安装，培训，硬件开发，软件开发，系统集成等服务。

2020-06-30 11:19:3760V6A独立双通道电源选型方案: 普源DP711为单通道可编程线性直流电源，是为需求成本更低、尺寸更小的高可靠性电源用户设计的一款基础电源产品，具有低纹波噪声，快速瞬态响应，的电源和负载调节率等特性，并具备强大的定时输出功能以及完备的保护功能。DP700系列电源支持电源串并联功能。串联（并联）两台或多台电源可以获得更高的电压（电流）。电源串并联时，相应参数的设置必须符合安全要求。串联电源的输出电压是所有通道的输出电压之和操作步骤：2. 打开仪器，参考“恒压输出”一节中的介绍设置符合安全要求的通道输出参数。注意：务必保证所有串联通道均工作在恒压模式。注意：所有通道的电流设置值必须相同。注意：所有通道的过流保护值必须相同。此时，负载实际得到的电压为两个通道的输出电压之和（VL = V1 + V2）。并联电源的输出电流是所有通道的输出电流之和。以两个通道并联为例，接线方式如下图所示。操作步骤：2. 打开仪器，参考“恒压输出”中的介绍为各个通道设置合适的输出参数。3. 打开每个通道的输出。以上60V6A独立双通道电源选型方案由西安安泰测试技术工程师提供，如果大家在选择电源、示波器、频谱仪、万用表等电测仪器过程中有什么问题，欢迎咨询安泰测试。

2019-08-19 17:21:45HF2LI双通道数字锁相放大器用于受激拉曼散射显微成像: 相干拉曼散射显微术(Coherent Raman Scattering Microscopy)是一类植根于拉曼散射的光学显微成像方法，主要包含相干反斯托克斯拉曼散射(Coherent Anti-StokesRaman Scattering, CARS)和受激拉曼散射(Stimulated Raman Scattering, SRS)两种方法。CARS/SRS 显微术通过探测目标分子特定的振动来提供成像所需的衬度，通过非线性光学过程大大提高了检测的灵敏度，同时本征地具备三维成像能力。CARS 和 SRS 显微术可以对脂类等不易被标记的物质成像，还可以很好地通过选择振动光谱, 对生物体内特定小分子物质如药物等以及生物大分子如核酸、蛋白质等进行无需标记的成像，因此成为极有潜力的活体(in vivo)成像手段。拉曼散射是发生在光和分子振动能级间的相互作用。在不满足电子能级共振条件的情况下，分子吸收光子的能量不能完成向电子激发态的跃迁，但是可以到达一个中间态，即虚态。处在虚态的分子会迅速向低能态跃迁，同时发射出一个光子，这就是散射过程，发射出的光子就是散射光。如果散射光子和原来的光子频率相同，称之为瑞利散射(Rayleigh Scattering)。如果分子从虚态向下跃迁时，到达比原来能量高的态，散射光的频率将降低，称之为斯托克斯散射(Stokes Scattering)；相反，如果终态的能量比初态低，那么散射光的频率将升高，称之为反斯托克斯散射(anti-Stokes Scattering)。斯托克斯与反斯托克斯散射统称为拉曼散射(Raman Scattering)。显然，拉曼散射是光的非弹性散射。拉曼散射的截面(cross section)很小，因此自发拉曼散射的信号强度通常很低。能量在分子振动能级和光子之间发生交换，其大小对应振动能级间距，散射光的频率移动(拉曼位移)也因此与分子振动的频率相同。斯托克斯线与反斯托克斯线在光谱上则相对于入射光的频率对称分布。受激拉曼散射显微镜的工作原理自发拉曼散射是分子对光子的一种非弹性散射现象，在这个现象中，散射光子的频率较入射光子相比发生了改变，改变量对应分子内部振动模式的频率，这个现象在1928年由印度物理学家Raman C V发现的。激光出现后，在激光器的激发下，使某些介质的散射过程具有受激性质，这就是受激拉曼散射（SRS）。如下图所示，采用两束满足共振条件的激光，即泵浦光和斯托克斯光进行激发，SRS过程可在生物组织样品中发生。当泵浦光和斯托克斯光的频率差，与特定分子化学键的振动频率（Ωvib）相等而发生共振耦合时，分子就会从基态跃迁到它的振动激发态。光和分子之间发生能量交换，一个泵浦光子借助分子振动能级的跃迁而转化为了斯托克斯光子。泵浦光发生了受激拉曼损失（stimulated Raman loss, SRL），导致强度降低，同时斯托克斯光发生了受激拉曼增益（stimulated Raman gain, SRG），强度升高。通过一定的技术手段来检测SRL或SRG，即可作为成像的衬度来源。对泵浦光和探测光都进行电光调制或者声光调制，可以在同一个受激拉曼散射实验装置中，实现相干拉曼散射成像（CARS）和受激拉曼散射成像（SRS）以及通过微弱的调整可实现的双光子吸收光谱（TPA）。如下图则是采用双调制获得拉曼成像的实验装置及成像结果[1]。[1] Jessica C. Mansfield, George R. Littlejohn, Julian Moger, etc. Label-free Chemically Specific Imaging in Planta with Stimulated Raman Scattering Microscopy, Anal. Chem. 2013, 85: 5055-5063

双通道疲劳试验产品

双通道疲劳试验问答

联系我们

关注我们