干细胞磁珠分选和流式分选的区别

提到细胞分选实验，大家首先想到就是流式细胞分选，该方法使用荧光抗体标记单细胞悬液，再通过调节合适的电压、补偿等，可以将目的细胞与非目的细胞区分开来。

由于可以对多参数、不同荧光强度的细胞进行鉴定、分类、定量和分离，流式分选技术在同时进行多标记的细胞分选时，其地位无可替代。但是当需要快速获得某种分选后的细胞时，流式分选的操作较为复杂，且花费的时间过长，对细胞的刺激也比较大。

因此，使用免疫纳米磁珠进行快速细胞分选的方法应运而生，该方法不仅对细胞刺激性小、速度快，而且操作简单，稍等片刻就可快速获得目的细胞。

（▲瑞沃德细胞分选新品）

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瑞沃德细胞分选产品包括自主研发的磁珠分选试剂盒和细胞分选柱，能在短时间内通过简单、快速的操作分选得到高纯度、高活率的目标细胞。

使用流程

同时，纳米级别磁珠无需洗脱，分选得到的细胞可直接应用于流式分析、细胞培养、单细胞测序等下游实验。

结果展示

纯度

*注：小鼠脾 脏细胞样本CD3分选后纯度流式检测结果，A为分选后阴性管（流出组分），B为分选后阳性管（滞留组分）。

Marker激活情况

注：小鼠脾 脏细胞样本CD3分选后激活Marker CD69检测结果，A为分选后Day0检测结果，B为分选后用CD3/CD28单抗激活Day3检测结果

应用场景多，助力科学研究

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四大特点，轻松获取目标细胞

1、可获得高纯度，高活率，高得率的目的细胞

2、获得细胞可直接用于细胞培养，测序等下游实验

3、温和，低刺激，不改变细胞原本生物学特性

4、高效便捷，操作简单

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你有没有被这些问题困惑：

什么方法可以提高分选的细胞得率？

分选样本制备的时候怎样避免团块？

液流如何才能保持稳定？

……

遇到这些问题

你又是怎样用聪明的小脑袋解决的呢？

比如当我们发现分选细胞死亡率高，可以通过调整collecting buffer改善。以293T细胞为例，collecting buffer中添加FBS或BSA可以显著降低细胞死亡率至5%以下[1]。

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让我们先来“康康”其中两个吧~

小技巧1：

对于单克隆的孔板分选，可以适当稀释样本。放慢进样流速。得到活率更好的单细胞。对于细胞团块：在样本里加入适当的EDTA和DNAase来防止。对于极脆弱的细胞分选：可以让仪器运行时的进样压差控制在0.5以内。

小技巧2：

在细胞制备、培养阶段，如果该培养细胞是贴壁细胞，需用先用胰酶消化细胞，然后收集待测样品细胞，离心、洗涤、封闭后标记荧光素偶联抗体即可。

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Tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) 是指浸润肿瘤组织的淋巴细胞。淋巴细胞是免疫系统中的重要组成部分，负责识别和攻击异常细胞，包括癌细胞。

流式细胞术对TILs的分选提供了一个重要的工具，用于表征、纯化和研究浸润肿瘤的免疫细胞群。它有助于研究人员了解TILs的组成、功能和潜在的治 疗相关性，推动我们对肿瘤与免疫相互作用的理解。

我们使用流式细胞术来分选TILs主要应用场景如下：

01、鉴定和表征：

流式细胞术允许我们根据TILs表面标记物的特征来鉴定和表征不同的亚群。通过使用针对CD3、CD4、CD8和其他免疫细胞标记物的特异性抗体来标记细胞，我们可以区分和定量TILs中的各种T细胞亚群。这有助于我们了解肿瘤微环境中TILs的组成和多样性。

02、特定TIL亚群的纯化：

流式细胞术分选使我们能够分离和纯化感兴趣的特定TIL亚群。通过基于表面标记物的表达，对细胞进行分选和筛选，我们可以收集纯净的TIL亚群用于进一步的下游应用。这使研究人员能够研究特定的TIL亚群，并研究其功能特性或基因表达谱。

03、功能分析：

分选后的TILs可用于功能性分析，以评估其免疫活性和功能。例如，可以测试分选后的TILs的增殖能力、细胞因子产生、对肿瘤细胞的细胞毒性或其他功能性实验。这些分析提供了有关TIL亚群功能能力和潜在抗肿瘤免疫反应的见解。

04、基因组学或蛋白质组学分析：

流式细胞术分选可以获得纯净的TIL细胞群，进而进行基因组学或蛋白质组学分析。通过分析分选TILs的基因表达或蛋白质谱，研究人员可以更深入地了解与TILs在肿瘤免疫中相关的分子机制和信号通路。

然而不同于外周血、脾 脏中的淋巴细胞，TILs的流式检测存在更多的不确定性，需要有效优化包括样本处理、配色方案、上样条件以及分析方法等实验设计的各个方面，才能实现更为准确、真实的多色复杂样本流式检测。

图1为外周血来源样本淋巴细胞分型的流式检测数据，由图可见，淋巴细胞群体T、B细胞分群明显，T细胞亚群也可清晰区分。另外，我们也可以看到，该数据以FSC通道设定阈值，其阈值设定值较低，导致碎片及噪音信号干扰明显，不过由于血液样本碎片较少，与细胞分群明显，故而对最 终结果的影响并不大。

图1 血液样本淋巴细胞免疫分型流式数据

然而，当我们使用同样的模板检测肿瘤组织样本时，数据就出现了明显问题。实体瘤组织细胞构成复杂，并且在将组织样本制备成单细胞样本的过程中会产生大量的细胞碎片，这些杂质细胞及碎片会对流式检测造成显著的干扰。如图2所示，T细胞中出现了大量CD19和CD3双阳性细胞，不符合已有文献报道的结果。这些双阳性细胞主要是由于杂质细胞及碎片的非特异干扰导致的。这些干扰对于流式检测及流式分选的准确性有很大影响，甚至会导致得出错误的结论。

图2 浸润肿瘤组织的淋巴细胞免疫分型流式数据

那么，基于以上数据，我们应该如何优化实验设计以提高浸润肿瘤组织的淋巴细胞分选的准确性呢？这里给大家以下几点建议：

01、增加Pan-Marker检测：

这里的Pan-Marker是指目标细胞群均表达，但其他细胞群体及碎片不表达的表面标记。CD45广泛表达于免疫系统的各个细胞亚群上，但在非免疫细胞上没有表达或表达很低。因此，在检测淋巴细胞等免疫细胞时，可通过检测CD45是否表达来区分免疫细胞及非免疫细胞，以达到排除杂质细胞干扰的目的。

02、优化样本制备方案：

对复杂样本来讲，样本制备方案是否合适决定了流式实验的成功率。可根据文献报道并通过预实验来选择最 佳的消化酶配方和消化时间，在确保细胞得率的同时尽量减少杂质干扰并最 大限度的保存细胞活性及功能。此外，选择合适的细胞分离手段进行目的细胞的富集。例如，若针对淋巴细胞检测，利用Ficoll或Percoll密度梯度离心法富集单个核细胞，可有效去除脂肪、碎片及杂质细胞的干扰。

03、进行Fc封闭：

组织浸润的多种细胞，特别是单核/巨噬细胞以及DC细胞高表达抗体Fc端的受体。这些细胞在进行流式抗体标记时，即使不表达相关抗原，也可通过Fc受体非特异性的结合流式抗体的Fc端，从而导致非特异信号。要解决这一问题，可购买商业化Fc封闭试剂，在标记流式抗体前进行Fc封闭即可。

04、合理设定阈值：

阈值的设定与实验目的息息相关。在流式分析实验中，应当设定阈值去除绝大部分噪音及碎片信号，仅保留少量碎片信号即可。在流式分选实验中，若分选所得细胞用于培养，同样应当设定阈值去除绝大部分噪音及碎片信号，仅保留少量碎片信号，这样做可以有效提高分选效率及回收率；但若分选所得细胞用于qPCR、测序，特别是单细胞测序等基因组学应用，由于碎片中含有一定量的核酸片段乃至细胞核碎片，在分选过程中就需要将尽可能多的碎片与目的细胞区分，因此应当设定较低的阈值以暴露足量的碎片信号让分选仪器检测到，进而有效确保分选所得目的细胞不掺杂核酸碎片，以免影响后续实验准确性。

05、利用空白荧光通道排除非特异：

什么是空白荧光通道呢?举一个例子，我们设计一个3色实验标记FITC、PE、PE-Cy7三种染料，没有标记APC，在检测时APC通道就是空白通道，是不应该有阳性信号的。复杂样本中的部分杂质细胞有较强的非特异荧光信号，通常这些非特异的荧光信号在所有的流式荧光通道中均可检测到。基于这一原理，我们可在上样时预留一到两个空白荧光通道，样本中的目的细胞没有标记这些空通道的荧光素，在这些通道里面是阴性的，而杂质细胞的非特异信号在空白通道中通常也是阳性的，我们就可以通过设门选择空白通道中的阴性细胞来达到去除非特异信号的目的。需要注意的是，利用这一方法时要充分考虑补偿的影响，最 好选择与已用通道补偿小或无补偿的通道作为空白通道。

06、增加细胞死活染料：

死细胞的非特异性地结合会增加假阳性。死细胞会产生自发荧光干扰特定信号的检测。在TILs分选中去除死细胞。可以增加数据准确性：死亡的细胞可能会释放细胞碎片和细胞内成分，这可能会干扰实验结果，引入假阳性或假阴性结果。通过去除死细胞，可以提高分选结果的准确性和可靠性。并且为分选后TILs细胞活力提供保证：分选到活细胞可以保证后续实验的有效性和可靠性。死亡细胞不具备正常的生物活性和功能，因此分选到活细胞可以确保后续实验能够反映真实的细胞生物学状态。

图3 无死细胞排除处理的样本分析比较

图4 有死细胞排除处理的样本分析比较

复苏后的PBMC在免疫染色之前不添加（图 3）或者添加ViaKrome 405可固定活性染料（55℃，10分钟）（图 4）。然后，使用Perfix-nc细胞染色试剂盒（型号 B10825）处理细胞，并用Granzyme B-FITC、CD19-PE、CD14-ECD、CD79a-PC5.5、CD3-PC7 和 CD45- Krome Orange 进行染色。 

数据统计信息显示：两个不同条件下，门内细胞在上一门级百分比也不一样，充分展示了消除死细胞以后的数据效果。

很常见的场景如下：

细胞转染后，想用流式检测表达GFP细胞的百分比并且分选，但是不同的设门方法让GFP阳性细胞百分比看起来有差异，究竟下面哪种策略才适合呢？

今天我们主要讨论一下FSC和SSC上设门对GFP阳性细胞百分比的影响。让我们一个一个设门，把每种情况具体看一下。

保持FITC通道上的门不变，我们来看一下在前向和侧向的散点图上设门在不同的位置，代表你选择了什么类型的细胞。只有P1赋予了蓝色，其他门的颜色去掉，这样，我们就可以很方便的看出来细胞群在不同的图上所处的位置。

第 一种设门，除了左下角靠近0的碎片不圈，其他基本都圈上，从第二张SSC-A和SSC-H排粘连的散点图可以看出来有单个细胞也有粘连细胞，P2门下 GFP阳性细胞百分比为61.36%。

第二种设门，只圈最密集的这一群，从第二张SSC-A和SSC-H排粘连的散点图可以看出来，这部分的细胞基本都是单个的，P2门下 GFP阳性细胞百分比为65.39%，较第 一种高。

第三种设门，密集细胞群左边的和左下角靠近0的碎片不圈，只圈右边的这两群，从第二张SSC-A和SSC-H排粘连的散点图可以看出来有单个细胞也有粘连细胞，P2门下 GFP阳性细胞百分比为65.70%，较第 一种高，和第二种差不多，但是稍微高一点。

这样分析下来，大家最 大的困惑是这三群细胞要不要圈，怎么圈才是最 好的？让我们在第 一张FSC和SSC的散点图上根据细胞群设三个门。

三个门分别为P1、P4和P5，显示了三种不同的细胞群。

P1显示为单个细胞，FITC通道上阳性细胞比例为65.54%。

P4显示大部分为粘连的细胞，因此在FITC通道上的阳性细胞比例为71.43%，较P1细胞群高，如果分析时加入这群细胞会增加GFP阳性细胞百分比。如果在单克隆分选中选择这群，会导致虽然筛选到阳性细胞，但是单克隆源性降低。

P5显示为单个细胞，但是因为FSC较P1小，考虑是细胞状态不好细胞呈现皱缩导致，所以其在FITC通道上的阳性细胞比例为20.15%，较P1细胞群低的多，如果分析时加入这群细胞则会降低GFP阳性细胞百分比。如果加入7AAD染料，这群会呈现出阳性，所以在分选中这群细胞不该圈选，或者在去除死细胞的门中去除。

由此可见，如果只想要分析状态好的单个细胞的GFP阳性百分比，那你可以选择P1门的设门方式，当然也可以把P1和P4都选上，再用SSC-A和SSC-H去掉粘连细胞对数据的干扰。

练习题

如果您在细胞转染后，流式检测表达mCherry细胞的百分比时发现，mCherry通道细胞群并没有呈现明显分开的两群（由于细胞在mCherry通道有较高的自发荧光），要怎么确定mCherry细胞百分比并且分选呢？

基因工程细胞的同质性对于很多应用都是必要条件，例如细胞株开发、基因ZL、组织工程以及细胞ZL与再生医学。CRISPR/Cas9基因编辑存在脱靶等情况，无法直接得到均质的细胞，因此需要开展单细胞克隆，之后才能用于临床。

CloneSelect单细胞分离系统（CloneSelect Single Cell Printer）采用类似喷墨打印的技术，柔和地产生包裹细胞的液滴无接触地直接分配到微孔板中（图1）。同时，该系统借助智能图像分析，确认细胞数目，分析细胞的形态（大小和圆度）及荧光强度，联动的真空装置将不符合要求的液滴（如空液滴或者含多个细胞的液滴）直接吸走，而符合要求的细胞液滴则分配至微孔板，从而实现对单个细胞的分选和接种。单细胞分离系统是一种可比移液器操作的柔和的单细胞分离技术，而流式分选由于高的液体剪切力和电压的影响，会降低敏感细胞和部分受损细胞（如电转后的细胞）的成克隆率，因此单细胞分离系统更适用于基因工程细胞的克隆，维持细胞活力，并提供直接的单克隆性图像证据。

图1：CloneSelect f.sight单细胞分离系统

最近发表的一篇文章（Characterization of CRISPR/Cas9 RANKL knockout mesenchymal stem cell clones based on single-cell printing technology and emulsion coupling assay as a low-cellularity workflow for single-cell cloning），作者用CRISPR/Cas9对间充质干细胞（MSC）开展RANKL基因敲除以提高其骨骼形成能力。整个实验流程起始于转染，接着用CloneSelect f.sight单细胞分离系统开展单细胞克隆，随后在DNA、RNA以及蛋白质水平开展分析，ZH开展细胞功能分析（图2）。

图2：基因编辑间充质干细胞的单细胞克隆及分析流程。（图片来源：文献1）。

作者在CRISPR/Cas9基因敲除质粒中加入了GFP基因，转染间充质干细胞后，用具备荧光分选功能的CloneSelect f.sight系统分选出转染成功的单细胞。系统可设定细胞直径、圆度和荧光强度等指标，分选出单个活细胞并接种至微孔板。图3为系统分选基因编辑的间充质干细胞的5张连续的图像。通过浏览单细胞分离过程中记录的5张连续的图像，作者统计单细胞接种的成功率为93.9±2.7%（n=451），即仅有~6%的孔为多细胞孔，或空孔或无法确认（图4）。这一结果表明f.sight单细胞分离系统可以准确地识别细胞并成功将其接种至微孔内。

图3：CloneSelect f.sight系统分选间充质干细胞时采集的5张连续图像，可用于证明单克隆性。（图片来源：文献¹）。

除了带GFP的基因敲除质粒外，作者还将pmaxGFP质粒转染至间充质干细胞作为对照用于评估单细胞分离效率和克隆率。此外，作者转染了多个不同的基因敲除质粒。虽然不同的质粒因为大小不同而呈现各异的转染效率，但是成克隆率都达到了30%。此外，作者还发现转染质粒的间充质干细胞（31.3±8%）和未转染的间充质干细胞（39.6±15.6%）在成克隆率上差异较小，这也表明f.sight的单细胞分选过程柔和，因此产生的系统偏差较小（图4）。

图4：CloneSelect f.sight单细胞分离系统的高接种效率（左）和高成克隆率（右）。（图片来源：文献¹）。

接着作者采用surveyor assay、RT-PCR和emulsion coupling分别从DNA、RNA和蛋白质水平对基因编辑后的间充质单细胞开展分析。ZH作者选出一株双等位基因敲除的间充质干细胞（g23d）检测其成骨分化的能力，并以未编辑的MSC为对照开展平行实验。细胞转移到成骨分化培养基后，分别在第7天、14天和21天用茜素红染色。在第14天，细胞失去细长的成纤维细胞样形态，开始呈现出成骨细胞样的形态，然后在第21天开始出现钙沉积，发展过程与亲本的MSC对照类似（图5）。这表明基因编辑后的MSC其成骨分化能力并没有因为基因编辑和筛选过程而受到影响。

图5：RANKL基因敲除的间充质干细胞（g23d）和亲本间充质干细胞的培养和成骨分化。（图片来源：文献1）。

在这个研究中，作者搭建了一整套实验流程，起始于CRISPR/Cas9基因编辑，单细胞克隆以及DNA、RNA和蛋白质各个水平的分析和细胞功能测试。实验流程中采用CloneSelect f.sight单细胞分离系统成功GX地分选出基因编辑后带GFP的间充质干细胞。单细胞接种效率高达93.9% (± 2.7%)，且成克隆率高达31.3% (±8%)。相比传统的有限稀释法和流式分选，CloneSelect单细胞分离系统具有GX率，高活率，操作简单，单克隆性证据充分等优势，是基因工程细胞克隆的理想工具。

11月25日，贝克曼库尔特第十五届流式分选全国用户会在合肥成功举行，100多位专家与学者相约合肥，共赴每年的约定。

疫情让大家的距离变远了，由于出行限制很多专家未能亲临现场。疫情也让大家的距离变近了，大家通过线下与线下结合的方式，仍然愉快的在学术的海洋中畅游。

会议中让我们对肿瘤微环境与母胎免疫中的机制有了更深的了解。

而随着科技的进步，纳微米医药剂型也在生物药领域崭露头角，而流式细胞仪的发展让小颗粒检测获得了新的方法学平台，更多让人兴奋的实验结果也逐渐增加。

而在细胞治 疗领域，NK细胞治 疗，干细胞治 疗领域，专家进行了系统的梳理。也让大家见证了行业发展之快，以及临床转化研究带来的希望。

荣获科学家的选择，“最 佳生命科学新产品奖”的CytoFLEX SRT让大家从容分选，专心科学本身，而不再花太多精力在仪器操作。

希望2023年我们继续我们一年一次的约会。没有到现场的朋友可以点击下面视频感受来自现场的热情。