光电关联显微技术 - 产品信息 - 相关知识

2025-01-10 17:03:03光电关联显微技术: 光电关联显微技术是一种结合光学与电子显微成像的技术。它通过同时采集样品的光学信息与电子显微图像，实现高分辨率、多模态的成像。该技术能揭示样品的结构与功能关系，适用于生物医学、材料科学等领域。光电关联显微技术的优势在于提供丰富的样品信息，有助于科研人员更深入地理解微观世界的奥秘。

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课堂 | 光电关联显微技术 (CLEM)

想象一下，您可以轻松弥合微米和纳米两种尺度之间的差距，连接功能性和超微结构的信息。对于特定的研究问题，这意味着采用不同的样本制备和显微成像技术来结合多种模式，如活细胞成像、高压冷冻、超薄切片和（冷冻）

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2023-08-07
光电关联显微技术
活细胞光电联用，助力电镜分析-将动态活细胞数据融入超微结构分析

将动态数据、荧光活细胞成像的特异性靶向实体和精确定时的电镜超微结构分析相结合，可以获得丰富的背景数据。

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2022-06-11
光电关联显微技术 EM ICE高压冷冻仪活细胞光电关联显微技术（CLEM）
徕卡显微课堂：常温超薄切片光电关联技术的应用

 徕卡显微系统(上海)贸易有限公司 389
2021-03-15

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光电关联显微技术问答

2023-03-16 14:23:50基于共聚焦显微技术的显微镜和荧光显微镜的区别: 荧光显微镜主要应用在生物领域及医学研究中，能得到细胞或组织内部微细结构的荧光图像，在亚细胞水平上观察诸如Ca2+ 、PH值，膜电位等生理信号及细胞形态的变化，是形态学，分子生物学，神经科学，药理学，遗传学等领域中新一代强有力的研究工具。以共聚焦技术为原理的共聚焦显微镜，是用于对各种精密器件及材料表面进行微纳米级测量的检测仪器。材料科学的目标是研究材料表面结构对于其表面特性的影响。因此，高分辨率分析表面形貌对确定表面粗糙度、反光特性、摩擦学性能及表面质量等相关参数具有重要意义。共焦技术能够测量各种表面反射特性的材料并获得有效的测量数据。VT6000共聚焦显微镜基于共聚焦显微技术，结合精密Z向扫描模块、3D 建模算法等，可以对器件表面进行非接触式扫描并建立表面3D图像，实现器件表面形貌3D测量。在材料生产检测领域中能对各种产品、部件和材料表面的面形轮廓、表面缺陷、磨损情况、腐蚀情况、平面度、粗糙度、波纹度、孔隙间隙、台阶高度、弯曲变形情况、加工情况等表面形貌特征进行测量和分析。应用1.MEMS微米和亚微米级部件的尺寸测量，各种工艺（显影，刻蚀，金属化，CVD， PVD，CMP等）后表面形貌观察，缺陷分析。2.精密机械部件，电子器件微米和亚微米级部件的尺寸测量，各种表面处理工艺，焊接工艺后的表面形貌观察，缺陷分析，颗粒分析。3.半导体/ LCD各种工艺（显影，刻蚀，金属化，CVD，PVD，CMP等）后表面形貌观察，缺陷分析非接触型的线宽，台阶深度等测量。4.摩擦学，腐蚀等表面工程磨痕的体积测量，粗糙度测量，表面形貌，腐蚀以及亚微米表面工程后的表面形貌。

2023-06-05 16:41:32锁相放大器用于生物样品双通道和多仪器模式SRS显微技术的研究: 锁相放大器用于生物样品双通道和多仪器模式SRS显微技术的研究一．简介拉曼散射光谱为生物分子的特异性检测和分析提供了化学键的固有振动指纹。那么什么是受激拉曼散射显微镜？受激拉曼散射(SRS)显微技术是一种相对较新的显微技术，是一种相干拉曼散射过程，允许使用光谱和空间信息进行化学成像[18]，由于相干受激发射过程[1]能产生约103-105倍的增强拉曼信号，可以实现高达视频速率(约25帧/s)[2]的高速成像。SRS显微镜继承了自发拉曼光谱的优点, 是一种能够快速开发、label-free的成像技术，同时具有高灵敏度和化学特异性[3-6], 在许多生物医学研究的分支显示出应用潜力,包括细胞生物学、脂质代谢、微生物学、肿瘤检测、蛋白质错误折叠和制药[7-11]。特别的是，SRS在对新鲜手术组织和术中诊断的快速组织病理学方面表现出色，与传统的H&E染色几乎完全一致[12,13]。此外，SRS能够根据每个物种的光谱信息，对多种组分的混合物进行定量化学分析[6,7,14]。尽管在之前的研究[17]中已经研究了痛风中MSU的自发拉曼光谱，但微弱的信号强度阻碍了其用于快速组织学的应用。因此，复旦大学附属华山医院华英汇教授和复旦大学物理学系季敏标教授团队将受激拉曼散射显微技术用于人体痛风组织病理成像[15]。研究人员应用SRS和二次谐波（SHG）显微镜同时表征了晶型和非晶型MSU。在普通光镜下，MSU晶体呈典型的针状。这些晶体在拉曼峰630 cm-1的SRS上很容易成像，当SRS频率稍微偏离振动共振时，表现出了高化学特异性的非共振行为，SRS信号消失。已知SHG对非中心对称结构敏感，包括MSU晶体和[17]组织中的胶原纤维。然而，由于拉曼极化率张量和二阶光学磁化率对晶体对称性[16]的依赖，研究者们发现线偏振光光束在晶体取向上倾向于产生SRS和SHG的强各向异性信号。因此，研究者们对泵浦光束和斯托克斯光束都应用了圆偏振，以消除MSU晶体和胶原纤维的定向效应。Moku:Pro 的锁相放大器 (LIA) 为受激拉曼散射 (SRS) 显微镜实验中的自外差信号检测提供了一种直观、精确且稳健的解决方案。高质量的 LIA 是 SRS 显微镜实验中具有调制传输检测方案的关键硬件组件。在此更新的案例研究中，我们提供了有关双 LIA 应用程序的更多详细信息和描述。由于SRS 是一种相干拉曼散射过程，允许使用光谱和空间信息进行化学成像[18]。它使用两个同步脉冲激光器，即泵浦和斯托克斯（图 1）相干地激发分子的振动。当入射到样品上的两束激光的频率差与目标分子的振动频率相匹配时，就会发生 SRS 过程。振动激发的结果是泵浦光束将失去光子，而斯托克斯光束将获得光子。当检测到泵浦光束的损失时，这称为受激拉曼损失 (SRL) 检测。强度损失 ΔIₚ/Iₚ 通常约为 10 -7 -10 -4，远小于典型的激光强度波动。为了克服这一挑战，需要一种高频调制和相敏检测方案来从嘈杂的背景中提取 SRS 信号[19]。在 SRL 检测方案中，斯托克斯光束以固定频率调制，由此产生的调制传输到泵浦光束由 LIA 检测。图 1：受激拉曼损耗检测方案。检测到由于 SRS 引起的 Stokes 到泵浦光束的调幅传输。演示的泵浦光束具有 80 MHz 的重复率，Stokes 光束具有相同的 80 MHz 重复率，但也以 20 MHz 进行调制。Δpump 是 LIA 在此检测方案中提取的内容二．实验装置使用的激光系统能够输出两个 80 MHz 的激光脉冲序列：斯托克斯光束在 1030 nm，泵浦光束在 790 nm。激光输出也用于同步调制：80 MHz 参考被发送到分频器以生成 20 MHz TTL 输出。这些 20 MHz 输出被使用两次：一次作为电光调制器调制斯托克斯光束的驱动频率，另一次作为外部锁相环的 LIA 输入通道 2（B 中）的参考。泵浦光束由硅光电二极管检测，然后被发送到 LIA 的输入通道 1（In A）。来自输出通道 1（Out A）的信号被发送到数据采集卡以进行图像采集。来自输出通道 2 (Out B) 的信号被最小化（通过调整相移）。 2.1 单通道锁相放大器配置图 2：典型的锁定放大器配置设置图 2 演示了用于 SRS 显微镜实验的 LIA 的初始设置。在初始设置时，必须重新获取锁相环。输入均配置为 AC：50 欧姆。通过调整相位度数优化相移 (Df)，直到 Out A zui大化（正值）并且 Out B zui小化（接近零）。探针A显示对应于 DMSO zui高信号峰 (2913 cm-1 ) 的 SRS 信号，并zui大化输出 A 的 103.3 mV。探针B表示正交输出，最小化为零。一旦 LIA 针对校准溶剂进行了优化，样品就可以进行成像了。图 3：2930 cm -1拉曼跃迁处的 SRS HeLa 细胞图像图 3 是使用 Moku:Pro 锁相放大器拍摄的 HeLa 细胞图像。显示的图像是从 SRS 图像生成的，拉曼位移为 2930cm-1，对应于蛋白质峰。低通滤波器设置为 40 kHz，对应于约4µs 的时间常数。可以根据SRS信号大小增加或减少增益。2.2 双通道成像Moku:Pro 的 LIA 也适用于实时双色 SRS 成像。这是通过在 SRS 成像中应用正交调制并检测LIA的X和Y输出来执行的。在这种情况下，斯托克斯调制有两个部分：一个 20 MHz 脉冲序列生成SRS信号，另一个 20 MHz 脉冲序列具有90°相移，生成另一个针对不同拉曼波段的SRS信号[3]。由于90°相移，两个通道（Out A和Out B）彼此正交，可以同时获取两个SRS图像而不会受到干扰。 4：使用正交调制和输出在两个不同的拉曼跃迁下同时获得鼠脑样本的双通道 SRS 图像图 4 是利用双通道X&Y输出同时在2930 cm -1和 2850 cm -1处生成两个 SRS 图像的代表性图像。2.3 多仪器模式应用在大多数 SRS 显微镜实验中，由于激光器总带宽的限制，光谱范围被限制在大约 300 cm -1左右。绕过这一技术障碍的一种方法是使用可调谐激光器扫描波长。然而，波长调谐速度很慢，而且对于时间敏感的实验（如活细胞成像）来说往往不够。应对这一挑战的另一种解决方案是引入第三束激光束来扫描不同的拉曼过渡区域。这种能力对于两个光谱区域的同时成像特别有吸引力：一个在指纹区域（例如约1600 cm-1用于酰胺振动）和一个在CH区域（例如约2900 cm -1蛋白质）。在 SRL 成像方法中，实验装置由一个斯托克斯光束和两个不同波长的泵浦光束组成。此设置的常用检测方法需要单独的检测器和单独的 LIA。然而，Moku:Pro 的多仪器模式允许部署多个LIA，因此可以在不需要任何额外硬件妥协的情况下实施第二个LIA。图 5：Moku:Pro 多仪器锁相放大器配置图 5 演示了LIA 的多仪器模式设置，用于同步 SRS 显微镜实验。对于Slot 1，In 1是di一个光电二极管的检测信号，In 2是参考信号，Out 1是发送到数据采集卡的信号，Out 3被丢弃。对于 Slot 2，In 3 是第二个光电二极管的检测信号，In 2 再次作为参考，Out 2 是发送到数据采集卡的信号，Out 4 被丢弃。此配置仅使用 4 个 Moku 插槽中的 2 个。插槽 3 和 4 未分配，因此可用于进一步的 LIA 或任何其他 Moku 仪器。输入全部配置为 AC：50 欧姆。每个 LIA 插槽（1 和 2）都遵循与单通道 LIA 配置相同的设置。在三个激光器的情况下，Moku:Pro 的多仪器模式可以配置两个锁定放大器，将系统简化为一个设备，而不会有任何妥协。这使得研究人员可以同时拍摄两张波数差较大的 SRS 图像，利用一个 Moku:Pro 来处理两个光电二极管检测器信号。图 6：HeLa 细胞 SRS 图像使用多仪器设置在间隔较远的拉曼跃迁处拍摄图 6 是利用一个Moku:Pro处理两个光电二极管检测器信号同时拍摄两个大波数差的 SRS 图像的代表性图像。三．结论 Moku:Pro 的 LIA 为大量 SRS 显微镜实验提供了出色的解决方案。在本文档中，讨论了典型的单通道 SRS 成像、双通道成像和多仪器成像。用户界面允许对提取低强度 SRS 信号进行直观和强大的控制。重要的是 Moku:Pro 的多仪器工具功能允许在多仪器同用的紧凑型系统上进行复杂的成像实验。图 7：Moku:Pro 在多乐器模式下的使用图像。In 1 和 In 3 分别是插槽 1 和插槽 2 中 LIA 的信号输入。2 中是两个 LIA 插槽的参考。在所示的配置中，Out 1 和 Out 3 是记录的信号，Out 2 和 Out 4 是插槽 1 和 2 的转储信号参考文献：1.Freudiger CW, Min W, Saar BG, Lu S, Holtom GR, He C. et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 2008;322:1857-612.Saar BG, Freudiger CW, Reichman J, Stanley CM, Holtom GR, Xie XS. Video-rate molecular imaging in vivo with stimulated Raman scattering. Science. 2010;330:1368-703.Ji M, Lewis S, Camelo-Piragua S, Ramkissoon SH, Snuderl M, Venneti S. et al. Detection of human brain tumor infiltration with quantitative stimulated Raman scattering microscopy. Sci Transl Med. 2015;7:309ra1634.Ji M, Arbel M, Zhang L, Freudiger CW, Hou SS, Lin D. et al. Label-free imaging of amyloid plaques in Alzheimer''s disease with stimulated Raman scattering microscopy. Sci Adv. 2018;4:eaat77155.Cheng JX, Xie XS. Vibrational spectroscopic imaging of living systems: An emerging platform for biology and medicine. Science. 2015;350:aaa88706.Ao JP, Feng YQ, Wu SM, Wang T, Ling JW, Zhang LW. et al. 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The Journal of Physical Chemistry Letters 2020, 11 (17), 7083-7089.更多详情请联系昊量光电/欢迎直接联系昊量光电关于昊量光电：上海昊量光电设备有限公司是光电产品专业代理商，产品包括各类激光器、光电调制器、光学测量设备、光学元件等，涉及应用涵盖了材料加工、光通讯、生物医疗、科学研究、国防、量子光学、生物显微、物联传感、激光制造等；可为客户提供完整的设备安装，培训，硬件开发，软件开发，系统集成等服务。

2025-04-23 14:15:19电子探针显微分析方法有哪些？: 电子探针显微分析方法电子探针显微分析方法（Electron Probe Microanalysis, EPMA）是一种利用电子束与样品相互作用原理来进行元素分析和成分分析的技术。该技术广泛应用于材料科学、地质学、冶金学等领域，是研究微观结构、元素分布以及样品成分的关键工具。通过高精度的分析，电子探针显微分析方法能够提供极为详尽的样品元素信息，并为科学研究和工业应用提供可靠的数据支持。本文将介绍电子探针显微分析的基本原理、应用领域及其优势。电子探针显微分析的基本原理电子探针显微分析方法基于电子束与样品相互作用后产生的各种信号，如特征X射线、二次电子和背散射电子等。通过测量这些信号，能够获得样品的元素组成和空间分布信息。具体来说，电子探针显微分析通过聚焦电子束在样品表面激发特征X射线，这些X射线的能量与元素的原子结构相对应，因此可以通过对X射线进行能量分析来确定样品中各元素的种类和含量。在实际操作中，电子束的能量通常设置在10-30kV之间，能够深入样品的表面层并激发X射线。这些X射线的强度与样品中相应元素的浓度成正比，通过对X射线谱图的定量分析，研究人员可以精确地测定元素的分布和含量。电子探针显微分析的应用领域材料科学电子探针显微分析技术在材料科学中有着广泛应用。尤其是在金属合金、陶瓷、复合材料等的成分分析中，EPMA能够提供高空间分辨率和定量分析能力。通过对材料微观结构的研究，科学家们可以了解材料的性能、相变以及在不同条件下的行为，从而优化材料的设计和性能。地质学在地质学研究中，电子探针显微分析方法被广泛应用于矿物学和岩石学研究。通过分析矿物和岩石样品的元素组成，EPMA能够帮助地质学家解读地质过程、岩浆活动、矿产资源的成因以及沉积环境等信息，为资源勘探和环境保护提供有力支持。生命科学在生物医学领域，电子探针显微分析也有着重要的应用。通过对细胞和组织样本进行元素分析，研究人员可以探索生物体内微量元素的分布，帮助揭示生物体的代谢过程和疾病机制。例如，通过EPMA分析癌细胞与正常细胞中的元素差异，有助于癌症早期诊断和策略的优化。电子探针显微分析的优势与传统的分析方法相比，电子探针显微分析在空间分辨率和分析精度方面具有明显优势。EPMA具有极高的空间分辨率，能够对微米甚至纳米尺度的样品进行高精度分析，适用于复杂的微观结构研究。EPMA具备较强的元素分析能力，能够对多种元素进行定性和定量分析，尤其适合于分析复杂样品中的微量元素。EPMA分析无需对样品进行复杂的化学预处理，能够直接在固体样品表面进行分析，具有较高的分析效率。总结电子探针显微分析方法是一项高精度的材料分析技术，凭借其的空间分辨率和元素分析能力，在多个领域发挥着重要作用。从材料科学到生命科学，EPMA技术为研究者提供了深入理解样品成分和微观结构的强大工具。随着技术的不断进步，电子探针显微分析在科研和工业中的应用前景将更加广阔，并为推动科技创新和产业发展作出更大的贡献。

2023-03-07 22:09:15高通量单细胞力谱测定！多功能单细胞显微操作技术助力单细胞力学研究: 单程细胞具有复杂生物学性质，它们通过细胞外基质ECM形成紧密的细胞与基质细胞与细胞连接，诸如上皮细胞通过这种特殊的链接方式构成了屏障层保护人体免受外界损伤。因此细胞之间以及细胞基底的粘附力测定对于研究细胞粘附蛋白的机制有着重要意义。使用力学工具测量细胞间以及细胞与基质之间的粘附力始终不是一件容易的事情。首先，由于细胞与基质的作用力仅为nN级别，因此需要力学精度较高的设备才能够测量，而且在这其中较为适合的工具为原子力显微镜（AFM）。原子力显微镜能够提供纳米级别的操作精度并可测量从pN~nN范围的力谱。但是受制于AFM探针本身的限制，需要借助修饰手段才能够让细胞与探针固定到一起，这个过程十分繁琐，并且由于需要大量手工操作很难实现高通量的测量。而不同的细胞由于细胞异质性使得要想确定粘附力需要较多样本才能获得相对准确的值，无法实现高通量测量直接限制了原子力探针在细胞粘附力上的应用。而多功能单细胞显微操作FluidFM技术的出现改变了这一现状，它使用特殊的中空探针能够轻松地通过负压抓取细胞，取得和AFM近似精度的数据，无需在探针上进行任何修饰，不会改变细胞表面的任何通路，从而能够得到接近细胞原生的数据。在实验结束后能够通过正压快速丢弃用过的细胞，具备很高的自动化，能够快速测量细胞粘附力。使用FluidFM对细胞操作的基本流程 FluidFM在粘附力测量上具备显著优势。如图所示，FluidFM能够通过负压将细胞吸附到原子力探针的末端，通过高精度位移台的控制将细胞从基底上分离，并且同时记录FD曲线。通过FD曲线能够获得最大粘附力Fmax和粘附能量Emax。通过高度自动化的控制系统能够在短时间内测量大量细胞粘附力，评估细胞群体分布以及细胞间差异，并且可有效避免传统粘附力测量因准备时间过长而错过最佳测量时间导致的细胞粘附力改变，得到更为精准的结果。近期，Agoston等人使用多功能单细胞显微操作系统FluidFM实现了高通量细胞粘附力测量，对同种细胞不同区以及不同细胞之间的粘附力进行测量和比较。作者首先对Vero和Hela细胞在不同状态下的粘附力进行了测量和比较，总共测量了214个细胞。通过比较明胶涂层上处于单个细胞、孤岛状细胞、致密连接细胞以及单层细胞上游离细胞之间的粘附力，能够明显观测到Vero细胞处于致密连接的细胞粘附力最大，大概在750 nN左右，随着细胞单细胞层的稀疏，细胞粘附力有所下降，而处于细胞层顶部的细胞粘附力最低仅为50 nN左右。这一点充分说明上皮细胞能够在细胞之间形成紧密的连接，而处于细胞层外的细胞则几乎没有粘附力。而对于HeLa这样的肿瘤细胞测量的结果却显示出了截然不同的结果，处于不同状态的细胞有着近似的粘附力，基本都在200 nN左右，这与处于单个游离上皮细胞的粘附力十分接近，表明HeLa细胞在不同环境下仍然具有较高迁徙能力。使用FluidFM对不同区域细胞的FD曲线测定结果和对比通过对这两种细胞的最大粘附力、最大粘附能量、最大拉伸距离和细胞接触面积进行统计分析可以发现，HeLa肿瘤细胞在粘附力和粘附能量上均有所降低，但是当HeLa细胞形成了单层后，两者区别不大。对比Hela和Vero在不同生长状态下的最大粘附力、最大粘附能量、粘附拉伸距离和粘附面积。再进一步对Vero与HeLa细胞最大粘附力与距离和接触面积进行对比，依然可以得到与单独比较粘附力相同的结果，并且最大能量与细胞接触面积的比值中也存在着类似的结果。由此可见肿瘤细胞通过降低自身粘附力从而获得了更好的迁移能力。对不同状态Vero和A549之间的粘附力/粘附距离、粘附力/粘附面积、粘附能量/粘附面积总结细胞粘附力测定在细胞生命科学研究中起着至关重要的作用，然而传统手段中有着各种各样的局限性，主要原因是缺乏一种有效抓取细胞并进行力学测定的手段。现如今FluidFM技术在细胞粘附力测定中的应用，使得研究者们有了一种能够有效、低损的方式抓取细胞，配合原子力显微镜精确测量的特性，真正意义上做到精准、无损、快速的测量单细胞粘附力，帮助研究者寻找细胞粘附力与细胞生命发展、肿瘤细胞转移之间的关系。【参考文献】[1] A. Sancho, M. B. Taskin, L. Wistlich, P. Stahlhut, K. Wittmann, A. Rossi & J. Groll. Cell Adhesion Assessment Reveals a Higher Force per Contact Area on Fibrous Structures Compared to Flat Surfaces. ACS Biomater. Sci. Eng. 2022, 8, 2, 649–658.[2] P.W. Doll, K. Doll, A. Winkel, R. Thelen, R. Ahrens, M. Stiesch & A.E. Guber. Influence of the Available Surface Area and Cell Elasticity on Bacterial Adhesion Forces on Highly Ordered Silicon Nanopillars. ACS Omega. 2022, 7, 21, 17620–17631.[3] Sankaran, S. Jaatinen, L. Brinkmann, J. Zambelli, T. Vörös, J. Jonkheijm, P. Cell adhesion on dynamic supramolecular surfaces probed by fluid force microscopy-based single-cell force spectroscopy. ACS Nano 2017, 11, 3867–3874.[4] Sancho, A. Vandersmissen, I. Craps, S. Luttun, A. Groll, J. A new strategy to measure intercellular adhesion forces in mature cell-cell contacts. Sci. Rep. 2017, 7, 46152.[5] Ines, Lüchtefeld. Alice, Bartolozzi. Julián M. M. Oana, Dobre. Michele, Basso. Tomaso, Zambelli. Massimo, Vassalli. Elasticity spectra as a tool to investigate actin cortex mechanics. J Nanobiotechnol. 2020, 18, 147.[6] Dehullu, J. Valotteau, C. Herman-Bausier, P. Garcia-Sherman, M. Mittelviefhaus, M. Vorholt, J. A. Lipke, P. N. Dufrene, Y. F. Fluidic force microscopy demonstrates that homophilic adhesion by Candida albicans Als proteins is mediated by amyloid bonds between cells. Nano Lett. 2019, 19, 3846–3853.[7] Mittelviefhaus, M. Müller, D. B. Zambelli, T. Vorholt, J. A. A modular atomic force microscopy approach reveals a large range of hydrophobic adhesion forces among bacterial members of the leaf microbiota. ISME J. 2019, 13, 1878–1882.[8] F. Weigl, C. Blum, A. Sancho & J. Groll. Correlative Analysis of Intra- versus Extracellular Cell Detachment Events vis the Alignment of Optical Imaging and Detachment Force Quantification. Adv. Mater. Technol. 2022, 2200195.【相关产品】　　多功能单细胞显微操作系统- FluidFM OMNIUM:https://www.yiqi.com/zt2203/product_386418.html