流-固动态弯曲界面微流控器官芯片

动态弯曲界面是生物系统中基本和普遍存在的结构。然而，复制与这些界面相关的结构和功能用于机械生物学和药物筛选是具有挑战性的。在这里，我们开发了一个具有两个流固动态弯曲界面的动态弯曲微流体器官芯片。一个界面有效地集成了可调节的生物力学，另一个界面用开放微流体控制药物释放。细胞感知的流固界面可以调节固相的残余应力、刚度、应变和流相的流动剪切应力。使用该芯片，我们研究了内皮细胞和上皮细胞的机械传导响应，包括Piezo1、Ca2+和YAP，并揭示了内皮细胞对联合动态循环应变和流动剪切应力的响应不同于单独刺激，也不同于上皮细胞。此外，通过在细胞背面构建另一个流固界面，将药物封装在开放微流体通道中的交联藻酸盐水凝胶中，实现了向细胞的直接和高效药物释放。然后，我们在颈动脉分叉处复制了特定对象和特定位置的生物力学环境，并证明了药物递送的有效性。我们的设计是具有可控力学环境的动态弯曲生物界面的典范，并为患者特异性药物提供了潜力。

动态弯曲界面是生物系统中基本和普遍存在的结构，表现在组织之间或组织与体腔之间的界面上，如脉动血管和心脏中的血液-内皮界面，肠蠕动中的液体-上皮界面，以及膀胱和尿道的运动。这些动态弯曲界面与复杂的机械特性相结合，如基质刚度、残余应力、流诱导剪切应力和压力驱动拉伸。界面的曲率已被发现影响细胞动力学和组织稳态，甚至影响癌症进展。此外，曲率和机械刺激通过调节细胞机械感觉和机械传导对细胞功能产生共同影响。

微流体器官芯片技术使能够构建动态机械力的仿生平台，可以复制弯曲的界面几何形状。一些具有弯曲几何形状的模型可以研究静态曲率对细胞动力学的影响，但不能准确地复制生理动态特征。虽然现有的一些微流体模型既包含动态应变，也包含耦合剪切应力和应变，但它们受到单一动态力学条件或非动态耦合力学条件的限制，甚至需要更严格的要求来修改耦合过程。重要的是，这些模型无法与特定对象和特定位置的生物力学密切相似，这阻碍了个性化和精准医学临床前力学模型的发展。

器官芯片微系统在药物开发中具有巨大的潜力，因为它解决了与动物模型相关的伦理问题。然而，它们的有效性在一定程度上受到疏水药物被聚二甲基硅氧烷(PDMS)吸收的影响，PDMS是器官芯片构建的主要材料。此外，由于高药物消耗，这些芯片中的灌注系统需要仔细管理药物剂量。希望开放式微流控设备的出现可以革命性地改变这一领域，使试剂的添加变得容易，生物液体或物体的移液变得容易，气泡的去除变得容易，从而有可能绕过传统微流控设备中遇到的上述限制。

在这里，我们开发了一种微流控器官芯片，它可以重现动态弯曲的流固生物界面，具有多种生物力学和可调药物释放。从机械控制的角度来看，该芯片可以施加组合的动态流剪切应力和应变，具有确定的基底刚度和残余应力，这在细胞机械传导中起着至关重要的作用。在药物输送方面，该芯片可以通过开放式微流控设计精确控制局部药物释放，将药物封装在藻酸盐中。结合这两种功能，我们在颈动脉分叉处复制了特定对象的生物力学环境，并结合药物释放，这可能为个性化医学提出了一个概念验证框架。

为了充分探索我们的芯片在协同机械刺激，特别是应变和流动剪切应力方面的能力，我们进行了一系列在稳定和动态流动下的实验。在稳定流动实验中，细胞受到两种特定条件的影响：持续6小时的0.4和1.2 Pa流动剪切应力，以及持续6和24小时的1.2 Pa流动剪切应力和6%应变的组合。在动态流动实验中，我们采用了四个正弦波形来创建四个脉动振荡流[图3(a-〉)]。流速波形是使用ElveFlow(Elvesys)流量传感器准确记录和验证的。在这些动态条件下，细胞暴露在振荡流中总共6小时。这种方法使我们能够系统地比较在稳定和动态变化的流动条件下的细胞反应。

图S1.微流控芯片制造、药物释放控制和实施。(a)软光刻示意图。(b)PDMS膜制造工艺。(c)微流控芯片制造工艺。(d)载药水凝胶片制造示意图。(e)芯片中药物释放实施示意图。(f)芯片中液压电阻器和通道的示意图和剖面图。比例尺，100μm。

图S4.灌注和膜偏转测量系统的示意图。(a)自制微循环灌注系统。(b)本研究中测量PDMS变形的系统由微流控单元(Elveflow, WPI)、压力传感器、真空泵、压力泵、硅胶管和储液器组成。

图S7.不同混合比例PDMS膜的杨氏模量。浅灰色阴影代表健康血管的弹性模量范围，深灰色阴影对应于病理条件下的弹性模量。

图S11 动态流动条件下的流量控制系统的代表性示意图。

图S12. 微流控芯片中静态和稳态力学中Piezo1、Ca2+、YAP的表征。(a)静态条件下内皮细胞Piezo1荧光表达的代表性图像，FSS为1.2 Pa,SS为6%，6h和24h。(b)量化Piezo1荧光强度。比例尺，50μm。(c)量化Ca2+实时荧光强度比。(d)内皮细胞Ca2+荧光表达的代表性图像。(e)量化FSS为1.2 Pa,SS为6%和FSS+SS下的Ca2+荧光平均强度。比例尺，200μm。(f)静态和FSS为1.2和0.4 Pa下内皮细胞YAP荧光表达的代表性图像。(g)量化细胞核中YAP荧光强度与细胞质中YAP荧光强度的比值。比例尺，50μm。(h)静态条件下内皮细胞YAP荧光表达的代表性图像，SS(6%)和FSS+SS(1.2 Pa +6%)(h)。(i)量化细胞核中YAP荧光强度与细胞质中YAP荧光强度的比值。比例尺，50μm。数据以均值±标准差表示，采用单因素方差分析，Bonferroni事后检验，n=3个独立实验，每个条件>80个细胞，NS:p>0.05，*p<0.05，**p<0.01，***p<0.001，****p<0.0001。误差条表示±SD。

Fig.4 微流控芯片中药物释放的研究 (a) 微流控芯片的药物释放过程。 (b) 罗丹明B和紫杉醇从藻酸盐中释放曲线(0.8%，w v-1)。 (c) 罗丹明B在PDMS膜中的扩散和不同时间的荧光图像。 (d) 在相同距离(10 lm)下PDMS膜中的归一化荧光强度。(e)和(f) 罗丹明B和紫杉醇在膜内的归一化浓度分布(e)，流道中实验归一化浓度(点)和模拟浓度(线)(f)。 (g) 紫杉醇和HUVECs单层细胞明场药物释放的实验概念。 (h) HUVECs中VE-cadherin的免疫荧光图像和一个感兴趣的示例细胞在白色散列框内表示，并显示由程序分类的连接。(i) 每种连接类型的分类标准。(j) 每个细胞周长的每个连接的覆盖率(N > 80个细胞)。 (k) 每个图像中单层细胞的覆盖率(N > 80个细胞)。[比例尺，200 lm(g)，50 lm(h)。数据以6 SEM的均值表示，并使用带有Bonferroni事后检验的单因素方差分析进行分析，n 1⁄4 3个独立实验，*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，****p < 0.0001。

Fig.5 Piezo1,Ca2þ,YAP的机械传导，以及在微流控芯片中个性化血流动力学特性下的药物释放。(a)从MRI获得的人颈动脉个性化几何形状(上左)，超声和压力传感器获得的流量和压力边界条件(下左)，循环期间平均壁面剪切应力和应变的分布(中)，以及人颈内动脉(ICA)和颈动脉窦(CS)的流体剪切应力和循环应变波形(右)。(b)ICA和CS血流动力学下6小时内皮Piezo1荧光表达。(c)Ca2þ的实时荧光强度比。(d)ICA和CS血流动力学下6、15小时HUCECs中YAP荧光表达。(e)和(f)细胞核中YAP荧光强度与细胞质变化的比值。(g)和(h)内皮ICMA-1荧光表达。(i)HUVECs中VE-cadherin的免疫荧光图像。(j)每个图像中单层的覆盖范围(N > 80个细胞)。(k)每个细胞周长连接处的覆盖范围(N > 80个细胞)。[(b)、(d)、(g)和(i)中的比例尺为50 lm。数据以均值6 SEM表示，并使用SPSS 17.0进行分析。]单因素方差分析，Bonferroni事后检验，n 1⁄4 3个独立实验，每个条件>80个细胞，NS:p > 0.05，*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001，****p < 0.0001。

参考文献：
Haoran Su, Tianxiang Ma, Xiao Liu, Li Wang, Fangjun Shu, Zhuqing Liang, Dongrui Zhang, Xing Zhang, Kexin Li, Min Wang, Chen Xin, Yu Zhang, Jing Zhang, Yao Du, Yubo Fan; Microfluidic organ chip of fluid–solid dynamic curved interface. Appl. Phys. Rev. 1 March 2024; 11 (1): 011404. https://doi.org/10.1063/5.0177386