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深度解析|新型高通量厌氧发酵技术如何重塑益生菌研发

来源:贝克曼库尔特商贸(中国)有限公司 更新时间:2026-04-16 13:30:31 阅读量:28
导读:深度解析|新型高通量厌氧发酵技术如何重塑益生菌研发


益生菌是活细菌,对人体具有促进健康和发挥生物功能的作用。它们通常用于增加肠道所需微生物的数量,譬如在抗生素治疗后促进肠道菌群再生。这就是益生菌或益生菌营养补充剂市场大幅度增长的原因之一[1]人体肠道菌群及其健康促进作用的研究对营养产业尤为重要。因此,完全有必要对厌氧或微量需氧培养技术进行科学研究,比如在类似这些微生物的生长条件下培养益生菌。


双歧杆菌


益生菌包括一系列厌氧菌,如乳酸菌双歧杆菌。在各种益生菌中,双歧杆菌是应用和研究最广泛的益生菌菌种之一。由于它们无法在有氧培养条件下进行氧呼吸和生长,因此被归类为严格厌氧菌[2]。双歧杆菌是人体肠道优势微生物群的主要成员[3]。它们通过释放乳酸和乙酸,在pH控制方面起着重要的作用,这一点限制了许多潜在致病菌的生长[4]。母乳喂养的婴儿肠道内双歧杆菌为优势菌种,占肠道微生物的80%以上[1,5]


BioLector XT新一代高通量微型生物反应器是一款用于微生物培养高通量筛选的台式设备,可进行好氧、微氧和严格厌氧培养。在培养的过程中可进行补料和pH控制,还可在线监测常见的培养参数,如生物量、pH值、溶氧(DO)和各种荧光分子或蛋白质的荧光强度。为了实现高通量,BioLector XT在SBS/SLAS标准化微孔板(每板48个孔)上进行培养,这样即可在一台BioLector XT微型生物反应器中同时处理多达48个样品。下面案例,我们使用BioLector XT对益生菌两歧双歧杆菌进行厌氧分批培养和补料分批培养,展示其操作的简单易用性和可行性。





下面为2个应用案例




应用案例1

菌种:两歧双歧杆菌

实验方案:pH调控下的分批发酵&补料分批发酵(气体出口外接第三方O2传感器)

实验条件:温度37 °C,振摇速度600 rpm,N2=30 mL/min,圆孔板



实验结果



  • 补料分批培养指数生长期比分批培养长,生物量达到227.3 a.u.,分批培养为147.57 a.u.

  • 两歧双歧杆菌生长过程分泌乳酸,为保持pH 6,补料分批培养添加193.56 μL 3 M NaOH,分批发酵添加约50 μL

  • 按30 mL/min流量连续充入N2,DO稳步下降至0%。16以及23 h,外置氧气传感器显示氧浓度为0.029%


应用案例2

菌种:干酪乳杆菌

三种培养方案:pH调控下的分批发酵和补料分批发酵(分别7.5 h、10 h开始补料)

培养条件:T=37 °C,振摇=600 rpm,N2=30 mL/min



实时在线检测实验结果



  • 从图1可以看到,随着N2的充入,DO稳步下降。45分钟降至5%以下,4.5 h低于0.5%,并继续降至0%

  • 同样从图1可以看到,干酪乳杆菌在6.7 h后进入平台期,三种培养方案的生物量均为42 a.u此后,分批培养增长缓慢,9.5 h生物量达到最大44 a.u.,随后稳步下降,结束时生物量为38 a.u.,补料分批培养,当补料开始时,生物量增加。7.5 h开始补料的分批培养的最终生物量为76.3 a.u. 10 h开始补料的最终生物量为65.5 a.u.

  • 从图2可以看到,碱的添加与干酪乳杆菌的生长相关。平台期干酪乳杆菌不生长,不产酸,不需要添加3 M NaOH。补料时,干酪乳杆菌保持生长的同时产酸,为保持pH 6,持续添加碱液。




结论




本实验证实了使用BioLector进行高通量厌氧发酵的实用性。这项新技术可以取代搅拌罐生物反应器和摇瓶中的大量实验,从而显著降低厌氧微生物发酵研究的复杂性和工作量。

  • 了能够以高通量方式研究大量克隆或培养基

  • 该系统还通过非侵入性在线测量同时提供有关生物量生长和pH值的详细过程数据

  • 也可以进行pH控制和补料

这些能力的结合在传统的生物反应器中并不常见。


4月24日,合成生物学高端用户会

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参考文献(上下滑动阅览)

1. Ku S, Park MS, Ji GE, You HJ. Review on Bifidobacterium bifidum BGN4: Functionality and nutraceutical applications as a probiotic

microorganism. Int J Mol Sci. 2016;17(9):1544. https://doi.org/10.3390/ijms17091544

2. Shimamura S, Abe F, Ishibashi N, Miyakawa H, Yaeshima T, Araya T, Tomita M. Relationship between oxygen sensitivity and oxygen

metabolism of Bifidobacterium Species, Journal of Dairy Science, 1992, 75(12): 3296-3306. https:/doi.org/10.3168/jds.S0022 0302 (92)78105-3

3. Sakurai T, Yamada A, Hashikura N, Odamaki T, Xiao JZ. Degradation of food-derived opioid peptides by bifidobacteria. Benef Microbes.

2018; 9(4):675-682. https://doi.org/10.3920/BM2017.0165

4. Hidaka H, Eida T, Takizawa T, Tokunaga T, Tashiro Y, E_ects of Fructooligosaccharides on intestinal flora and human health. Bifidobacteria

Microflora. 1986, 5(1), 37-50. https://doi.org/10.12938/bifidus1982.5.1_37doi: 10.12938/bifidus1982.5.1_37

5. Kato K, Odamaki T, Mitsuyama E, Sugahara H, Xiao JZ, Osawa R. Age-related changes in the composition of gut Bifidobacterium species.

Curr Microbiol. 2017;74(8):987-995. https://doi.org/10.1007/s00284-017-1272-4

6. Hill D, Sugrue I, Tobin C, Hill C, Stanton C and Ross RP (2018) The Lactobacillus casei group: History and health related applications. Front.

Microbiol. 9:2107. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.02107

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